Vous êtes

Sélectionner

Réduire la taille texte Rétablir la taille du texte par défaut Agrandir la taille du texte Partager cette page Favoris Courriel Imprimer

Laboratoire d'écotoxicologie

Le laboratoire d’écotoxicologie développe ses activités sur le transfert et l’impact de la contamination chimique chez les organismes et les populations aquatiques d’eau douce. Les objectifs de l’équipe concernent la production de connaissances, de méthodes et d’outils pour la caractérisation du danger toxique des polluants chimiques pour les organismes et leurs populations ainsi que pour le diagnostic de la contamination et de son impact dans les milieux aquatiques

Enjeux et domaines scientifiques

Les approches employées au laboratoire d’écotoxicologie recoupent plusieurs domaines :

  • Ecophysiologie, biologie du développement : marqueurs individuels de toxicité (traits de vie, biologie de la reproduction, histologie, embryogénèse).
  • Biochimie : développement de biomarqueurs spécifiques de mode d’action ou en lien avec les fonctions physiologiques clefs ; compréhension de mécanismes d’adaptation.
  • Expérimentation en conditions contrôlées au laboratoire, sur le terrain (ex situ) et en milieux naturels (in situ, via l’encagement d’organismes)
  • Modélisation : transfert de composés le long des chaînes trophiques ; dynamique de populations.

Les activités du laboratoire s’inscrivent entièrement dans les objectifs du thème de recherche Belca qui a pour ambition de comprendre les réponses biologiques et écologiques aux contaminations du milieu aquatique. Les enjeux scientifiques de notre équipe s’organisent en deux axes visant (1) à mieux caractériser et comprendre la contamination chimique des milieux aquatiques et (2) à évaluer ou prédire les effets toxiques associés.
Les enjeux sont clairement de produire de la connaissance (biologie moléculaire, écophysiologie, dynamique de populations, transfert trophique), de outils (biologiques, mathématiques, de modélisation et d’expérimentation) permettant d’améliorer la gestion des milieux aquatiques (améliorer l’évaluation de la qualité des systèmes aquatiques, des effluents qu’ils reçoivent, du bénéfice des actions d’aménagement) et de garantir, le cas échéant, leur transfert vers la sphère opérationnelle. Ces enjeux ont pour objectif à terme de participer à l’amélioration des réglementations qui encadrent aussi bien l’évaluation des risques des substances chimiques, notamment via la réduction des incertitudes de ces approches (intégration de la complexité des milieux aquatiques), que le diagnostic des milieux en offrant des outils sensibles et pertinents pour les espèces des écosystèmes tout en permettant des mesures fiables (i.e. comparables dans le temps et l’espace).

Activités

Les activités de l’équipe s’organisent pour traiter plus précisément des questions sur 1 - les molécules émergentes, leur occurrence et leur transfert ; 2 – la biologie moléculaire pour comprendre les effets toxiques, via l’acquisition de connaissances sur le génome, le transcriptome et le protéome de nos espèces d’intérêt ; 3 – l’écophysiologie, notamment par la biologie du développement ; 4 – la vulnérabilité des espèces, au regard de leur sensibilité individuelle ou populationnelle, notamment en lien avec leur diversité phylogénétique, leur capacité d’adaptation ou d’acquisition de tolérance.

Concernant les molécules émergentes, comme les composés perfluorés (PFAS), les activités de l’équipe ont pour ambition d’identifier les facteurs qui contrôlent leur accumulation ainsi que la formalisation de modèles permettant de décrire et prédire leur transfert le long des chaînes trophiques, d’outils mathématiques pour définir des facteurs de transfert et de bioaccumulation pour ces composés, répondant entre autres à la problématique de la surveillance chimique de milieux aquatiques. Pour la compréhension de l’impact des contaminants, via la description de leur mode d’action ou l’évaluation de leurs effets toxiques dans les milieux, nous avons pour ambition de poursuivre nos développements, notamment sur nos espèces d’invertébrés dites environnementales (Lymnea stagnalis et Gammarus sp), pour l’acquisition de connaissances de leur biologie aussi bien (i) au niveau individuel, avec un focus particulier sur la biologie du développement et sur la fonction immunitaire, notamment pour la compréhension des modes d’action et de l’impact de composés pharmaceutiques, (ii) qu’au niveau moléculaire, avec un focus fort sur les approches transcriptomiques et protéomiques, notamment sur les systèmes reproducteurs et de régulation hormonale. Ces travaux ambitionnent de produire les marqueurs, les biomarqueurs de demain, dans le but de proposer des indicateurs d’impact écotoxicologique des milieux, mais également une interprétation solide de ces réponses à des échelles d’organisation plus intégrées, via l’utilisation des méthodologies de modélisation au niveau des populations (changement d’échelle). Enfin une autre grande ambition scientifique de l’équipe est d’étudier, de comprendre et de formaliser les mécanismes microévolutifs, transgénérationnels ou de plasticité qui sous-tendent la variabilité de la sensibilité des individus, la vulnérabilité des populations et leur capacité d’adaptation / acclimatation aux pressions chimiques. A l’échelle des individus et des populations, différentes sources de variabilité (phylogénétique, écologique) de la sensibilité toxicologique et des histoires de vie sont susceptibles d’expliquer les réponses à l’exposition aux contaminants, qui peuvent fortement diverger entre espèces proches et populations du milieu. Appréhender cette source de variabilité, autour des biomarqueurs, marqueurs et traits d’histoires de vie chez nos espèces tests, est un enjeu majeur pour la pertinence de l’évaluation écotoxicologique.

Partenaires

CEA, Direction des Sciences du Vivant, Laboratoire Innovations technologiques pour la Détection et le Diagnostic, Bagnols-sur-Cèze, France. J. Armengaud & C. Almunia

Centre Universitaire Jean-François Champollion, UMR CNRS 5602, Laboratoire GEODE, Albi, France.
F. Geret.

ENTPE, INRA, USC IGH, CNRS, UMR 5023 LEHNA, Laboratoire d'Ecologie des Hydrosystèmes Naturels et Anthropisés, Vaulx-en-Velin, France. S. Bony & A. Devaux.

Institut des Sciences Analytiques, Anabio-MS et Technologie et recherche en Chimie analytique pour l’environnement, la santé et leur interaction, Lyon, France. A. Salvador & E. Vulliet.

Université de Bourgogne, UMR-CNRS 5561, Laboratoire Biogéosciences, Dijon, France. T. Rigaud, R. Wattier & M.J. Pierrot-Minnot.

Université de Reims-Champagne-Ardenne, Unité Interactions Animal-Environnement, EA 4689, Reims, France. O. Dedourge-Geffard, S. Betoule & A. Geffard.

Université de Lyon, Université Lyon 1, CNRS; UMR 5558, Laboratoire de Biométrie - Biologie Evolutive, Villeurbanne, France. S. Charles & C. Lopes.

Université Bordeaux 1, Environnements et Paléoenvironnements Océaniques et Continentaux EPOC - UMR 5805 CNRS, Talence, France. M. Baudrimont, H. Budzinski, J. Cachot & P. Labadie.

Université de Nice Sophia Antipolis, Institut de Chimie de Nice, UMR 7272, Nice, France. S. Azoulay.

Université Montpellier 2, Equipe Adaptation Ecophysiologique des animaux aquatiques au cours de l’Ontogénése, UMR 5119, Montpellier, France. J.H. Lignot.

Outils et moyens techniques

  • Salles d’élevage
    Systèmes d’élevage et/ou de stabulation d’organismes aquatiques modèles (Daphnia magna, Chironomus riparius) et spécifiques de nos systèmes aquatiques (Gammarus, Lymnea stagnalis, Potamopyrgus antipodarum). Systèmes allant du litre à plusieurs centaines de litres, en condition statique ou en renouvellement continu et pour des températures comprises entre 7 et 25°C.
  • Salles d’expérimentation
    Dispositif pour des expositions en conditions statique, semi-statique et en continue pour l’ensemble des organismes étudiés par l’équipe. Ces dispositifs concernent des volumes de quelques centaines de millilitres à plusieurs litres, pour des températures de 7 à 25 °C, des niveaux de conductivité compris entre 100 et 500µS/cm et des durées pouvant aller jusqu’à plusieurs mois. Le laboratoire dispose également de l’expertise et du matériel nécessaire pour assurer de l’encagement in situ pour plusieurs espèces, le gammare, différents gastéropodes et la larve de Chironomus riparius. Ces expositions sont réalisables sur les petits, les moyens et les grands cours d’eau et pour des durées de 1 à 6 semaines. Enfin le laboratoire dispose des compétences et du matériel pour la réalisation d’expérimentations ex situ, comme sur les rejets de stations d’épuration, permettant des expositions en continue tout en garantissant des conditions de températures et d’éclairage constantes et permettant de réaliser une gamme de dilution du rejet testé.
  • Salle d’analyses biométriques
    Le laboratoire dispose de loupes binoculaires et microscopes (dont un à épifluorescence) et équipés de caméra permettant l’acquisition, l’archivage et l’exploitation numérique de photos sur de nombreux paramètres biométriques (taille, mue, développement embryonnaire, etc….)
  • Salle d’histologie
    Le laboratoire est entièrement équipé en matériel d’histologie avec un système automatisé pour les déshydratations et les inclusions. Cette salle dispose d’un microscope équipé d’une caméra pilotée par un logiciel d’analyse d’image, pour la réalisation de nombreuses mesures biométriques sur des observations tissulaires. Cette salle est organisée sous la forme d’une plateforme et est accessible aux équipes extérieures.
  • Salle de test in vitro
    Aujourd’hui, cela concerne l’utilisation du test YES (Yeast Estrogen Screen). Cette salle est équipée de l’ensemble du matériel nécessaire pour la mesure de ce test, hotte à flux laminaire, étuve, ect…... Cette salle est organisée sous la forme d’une plateforme et est accessible aux équipes extérieures
  • Salle de biochimie
    Elle est dédiée à la mesure de l’ensemble des biomarqueurs moléculaires via des lectures par spectrophotométrie et spectrofluorimétrie.
  • Salle de cytométrie en flux
    Le laboratoire dispose aujourd’hui d’un cytométre en flux. Aujourd’hui ce sont des études en immunologie qui sont principalement développées autour de cet outil.
  • Salle de génotoxicité
    Le laboratoire dispose du matériel nécessaire (microscopie à épifluorescence, logiciel d’analyse d’images, électrophorèse, ect…) pour la réalisation du test des Comètes. Cette salle est organisée sous la forme d’une plateforme (Irstea – Inra) et est accessible aux équipes extérieures.

Programmes et projets de recherche
 

Portés par l’équipe

ProteoGam, AO ANR Générique 2013

  • Protéomique pour de nouveaux biomarqueurs en écotoxicologie chez les gammares: challenge de la biodiversité et immunoanalyse multiplexée comme outil de diagnostic (Janvier 2015 – Janvier 2019). Partenaires : Laboratoire Innovations technologiques pour la Détection et le Diagnostic, CEA-Marcoule, DSV-Li2D, Bagnols-sur-Cèze, France (J. Armengaud et C. Almunia). Institut de Chimie de Nice UMR7272, équipe Molécules Bioactives, Valbonne, France (S. Azoulay).

Gamma, AO ANR CESA 2011

  • Variabilité-adaptation-diversité et Ecotoxicologie des Gammaridés (février 2012 – décembre 2015). Partenaires : Laboratoire de chimie des milieux aquatiques, UR MALY, Irstea Lyon-Villeurbanne (M. Coquery). Laboratoire d’écologie écotoxicologie, URVVC-SE EA 2069, Université de Reims-Champagne-Ardenne (A. Geffard). Laboratoire Biomarqueurs et Bioindicateurs environnementaux, UMR 6116 IMEP, Université de Provence (J. Issartel). Equipe Adaptation Ecophysiologie et Ontogénèse, UMR Marbec, Université de Montpellier (J.H. Lignot).

Accord-cadre Agence de l’eau Rhône-Méditerranée-Corse - Irstea

  • Intérêt d’un indicateur écotoxicologique pour diagnostiquer et comprendre l’état des milieux aquatiques et aider à la restauration (2015 – 2016). Contact AERMC : L. Navarro et T. Pelte
  • Conception d’une stratégie de veille vis-à-vis des contaminants émergents dans le bassin Rhône-Méditerranée (2015). Contact AERMC T. Pelte

Convention ONEMA-Irstea, 2016-2018

  • Surveillance des substances prioritaires dans le biote : développement d’une méthodologie pour l’amélioration du suivi chimique des milieux. Implication de 3 laboratoires de Irstea, Laboratoire de chimie des milieux aquatiques (Lyon), les laboratoires d’écotoxicologie (Antony et Lyon). Contact ONEMA O. Perceval.
  • Accumulation de contaminants prioritaires ou émergents par des invertébrés et poissons d’eau douce. Contact ONEMA : O. Perceval.

Convention ONEMA-Irstea, 2013-2015

  • Surveillance des substances prioritaires dans le biote : développement d’une méthodologie pour l’amélioration du suivi chimique des milieux. Implication de 3 laboratoires de Irstea, Laboratoire de chimie des milieux aquatiques (Lyon), les laboratoires d’écotoxicologie (Antony et Lyon). Contact ONEMA O. Perceval.
  • Accumulation de contaminants prioritaires ou émergents par des invertébrés et poissons d’eau douce. Contact ONEMA : O. Perceval.

Plan Rhône (Agence de l’Eau Rhône Méditerranée-Corse, Région Rhône-Alpes)

  • Transfert de composés perfluorés du sédiment aux invertébrés et au poisson (2011-2015)

TRONANO, AO PNREST 2010

  • Impacts biochimiques et physiologiques d’une exposition par voie trophique à des nanoparticules manufacturées (Ti_Lite, NanoByk) avant et après altération, sur une batterie de macro invertébrés aquatiques. Partenaires : CEREGE UMR 6635 CNRS, Université Aix-Marseille; CESN UMR CNRS 5557 UCBL Lyon, IEA Université Reims Champagne Ardenne, EPOC UMR CNRS-5805 Université de Bordeaux. Rapport final.

PNRPE VITELLOGENINE 2010

  • La vitellogénine comme biomarqueur d'exposition et d'effet aux perturbateurs endocriniens chez Gammarus fossarum et Eurytemora affinis : développement et application in situ, AO PNRPE 2008 (octobre 2009 – octobre 2012). Partenaires : Laboratoire des Sciences Analytiques, UMR 5180 – Université Lyon 1, Lyon, France (A. Salvador). Laboratoire d'Ecotoxicologie - Milieux Aquatiques, université du Havre, Le Havre, France (C. Boulangé-Lecomte). Rapport final

En partenariat

PATNACOT  AO ECODYN 2014 - Processus Abiotiques de Transformation de Nouveaux AntiCoagulants Oraux dans les eaux superficielles et évaluation de la Toxicité des produits de dégradation. Porteur A. Trivella (UMR EPOC 5805 CNRS, LPTC). Partenaires : Irstea Laboratoire d’écotoxicologie UR MALY ; INERIS (Unité Risque Chroniques ECOT).

CRAPSSE (Seine Aval AO 2013) - Contamination et RéActivité de Pesticides et de Pharmaceutiques dans l'estuaire de SEine : bilan des contaminations, dégradation et impact toxique. Porteur P. Mazzellier (EPOC-LPTC Bordeaux 1). Partenaires : Irstea, Laboratoire d’écotoxicologie UR MALY ; Société TOXEM

SPEEDY - SPatial and environmental determinants of Eco-Evolutionary DYnamics: anthropogenic environments as a model. Interuniversity Attraction Poles of the Belgian Science Policy Office. Porteur : Luc de Meester, laboratory of aquatic ecology, evolution and conservation, university of Leuven, Belgium.

SMILE - Station Métrologique pour la Surveillance des eaux urbaines –FUI (septembre 2014 – aout 2017) – Porteur : Hemera (R. MOUFLIH). Partenaires : Viewpoint, Enoveo, EFS, Alison, Institut des Sciences Analytiques, INSA-Lyon, Irstea-Lyon et le Grand Lyon.

Multistress AO ANR-Blanc 2013 (janvier 2014 – décembre 2017) - Effets combinés de stresseurs anthropiques et du parasitisme sur la variation génétique, le comportement, la physiologie et le rôle fonctionnel d'amphipodes d'eau douce du genre Gammarus. Porteur : T. Rigaud, université de Bourgogne, UMR-CNRS 5561, Laboratoire Biogéosciences. Partenaires : Irstea Laboratoire d’écotoxicologie UR MALY ; université de Metz, le Laboratoire Interdisciplinaire des Environnements Continentaux ;

Convention ONEMA-Inra, 2013-2015. Projet Phylopol - « Polluo-sensibilité et phylogénie ». Inra Thonon (Agnes Bouchez) et Inra Rennes (Marie-Agnes Coutellec)

PSYCHEAU, Anses AO 2010 (février 2011 – janvier 2014) - Les médicaments psychotropes en milieu aquatique. Quels effets sur les écosystèmes aquatiques ? Quelles implications au niveau sociétal ? Porteur : F Géret, (porté F. Geret, GEODE, Centre universitaire Université JF. Champollion, Albi). Rapport final.

Echibioteb, AO ANR-Ecothech 2009 (2010 – 2014) -  Outils innovants d'échantillonnage, d'analyse chimique et biologique pour le suivi de traitements avancés d'eaux usées et de boues. Porteur : C. Miège, Laboratoire de chimie des milieux aquatiques, UR MALY, Irstea Lyon-Villeurbanne

AgingNano&Troph, ANR CES 2008 (2009-2012) - Impact environnemental des résidus de dégradation des
nanomatériaux (RDNs) commercialisés : devenir, biotransformation et toxicité vis-à-vis d'organismes cibles d'un milieu aquatique. Porteur J. Rose CEREGE , UMR 6635 CNRS/ Aix-Marseille Université. Rapport final

RE-SYST, ANR CES AO 2008 - REcupération d'un SYSTème fluvial pollué par les métaux (Cd, Zn) après remédiation d'un site industriel (décembre 2008 - décembre 2012). Porteur : A. Feurtet-Mazel, CNRS, UMR EPOC 5805, équipe GEMA Université Bordeaux 1. Rapport final

Expertise et transfert

Transfert de connaissances et de savoirs faires qui ont conduit à la création de la start-up Biomae. Cette start-up a pour objectif de proposer aux acteurs de l’eau privés et publics, un nouvel outil écotoxicologique, se basant sur l’encagement d’un organisme sentinelle, Gammarus fossarum. Ce nouveau bioessai permet de diagnostiquer la contamination chimique et la toxicité des milieux aquatiques.
 

Composition de l'équipe
 

Permanents

Nom-Prénom
Statut
Activité (courte description)
Abbaci Khédidja Responsable des travaux en histologie et biologie cellulaire, développement de méthodes, de leurs mises en place, de l’acquisition des données et de leurs valorisations
Arambourou Hélène Développement de marqueurs biochimiques chez les invertébrés aquatiques. Analyse des variations de forme en réponse à une exposition toxique
Babut Marc Bioaccumulation de composés émergents historiques ou émergents
Chaumot Arnaud Ecotoxicologie populationnelle (approche traits d’histoire de vie, modélisation, variabilité intra-spécifique, adaptation). Prise en compte de la diversité pour les approches écotoxicologiques (phylogénie, omique comparative). Impact toxique de contaminants dans les milieux. Transfert
Delorme Nicolas Responsable de la mise en place et du suivi des expérimentations menées au laboratoire en conditions contrôlées et sur le terrain, via notamment l’encagement d’organismes
François Adeline Mise en place, suivi et  valorisation des projets d’application des outils d’ecotoxicologie développés par le laboratoire sur des problématiques d’impacts dans les milieux
Garric Jeanne Evaluation du danger toxique des substances, développement de biomarqueurs et bioessais.
DAS département EAU et  responsable du TR BELCA
Geffard Olivier Responsable de l’équipe, développement d’approches en écophysiologie et biologie moléculaire chez les gammaridés pour évaluer la présence et l’impact toxique de contaminants dans les milieux, démarche expérimentale dans les milieux, transfert
Noury Patrice Responsable des travaux en biochimie, développement de protocoles pour la mesure de nouveaux biomarqueurs, de leur mise en place, l’acquisition des données et de leur valorisation
Quéau Hervé Responsable de l’équipement du laboratoire pour les expérimentations en conditions contrôlées de laboratoire Organisation  des plannings et suivi des expérimentations. En charge du développement de nouveaux protocoles d’exposition et de leur valorisation
Tutundjian Renaud Responsable de la plateforme tests in vitro, disposant actuellement du test YES

Post-doctorants, doctorant et stagiaires

Nom-Prénom
Statut
Activité (courte description)
Boisseaux Paul
Doctorant
Evaluation de l’utilisation de marqueurs d’immunotoxicologie en laboratoire et sur le terrain chez Lymnaea stagnalis. ADR Arc Environnement Région Rhône-Alpes

Guillet-Revol Laurent
Master 2

Effets combinés d’un perturbateur endocrinien et de l’infection par un acanthocéphale sur la reproduction chez Gammarus fossarum
Ciliberti Alexandre
Post-doctorant
Travail dans le cadre d’une convention avec l’agence de l’eau RMC sur Intérêt d’un indicateur écotoxicologique pour diagnostiquer et comprendre l’état des milieux aquatiques et aider à la restauration

Adjroudi Hayette
Master 2. Université Lorraine

Etude des effets toxiques de substances et d’extraits d’effluents de stations d’épuration sur le développement embryonnaire de la Lymnée et la reproduction de C.dubia

Dubier Julien
Master 2

Etude des effets de deux insecticides néonicotinoïdes chez deux espèces modèles présentant des traits biologiques et écologiques différents, l’amphipode Gammarus fossarum et l’insecte Chironomus riparius
Gouveia Duarte
Doctorant
Utilisation des approches de protéomique massive pour le développement de biomarqueurs de toxicité spécifiques applicables au sein de la diversité des gammaridés. ADR Irstea

Vidal Alice
Doctorante

Approche toxicocinétique de l'acumulaton de composés organiques fluorés chez deux espèces de poissons

Contractuels

Nom-Prénom
Statut
Activité (courte description)
Decamps Alexandre Travail dans le cadre d’un projet FUI, collaboration avec Viewpoint, sur le développement d’un système d’évaluation en ligne de la toxicité de rejets aqueux
Perrier Lucile Responsable des élevages de l’équipe, leur approvisionnement, la production d’organismes calibrés pour les tests de toxicité

Thèses
 

En cours

Paul Boisseaux
Marqueurs d’immunocompétence chez Lymnaea stagnalis et applications en écotoxicologie. (Direction J. Garric Irstea Lyon, S. Betoulle université de Reims). Ce projet de thèse vise à développer des marqueurs de l’immunocompétence chez un mollusque gastéropode d’eau douce (L. stagnalis) et analyser leur pertinence en terme de réponses sub-individuelles à des stresseurs chimiques (pharmaceutiques, pesticides). Ce travail est financé par la Région Rhône Alpes et est soutenu par une action thématique ECODYN (E2CO INSU)

Duarte Gouveia
Utilisation des approches de protéomique massive pour le développement de biomarqueurs de toxicité spécifiques et applicables au sein de la diversité des gammaridés. (Direction : J. Armangaud CEA – Marcoule et A. Chaumot et O. Geffard Irstea Lyon, financement Irstea). Ce projet proposé s’articule autour de deux volets. Le premier vise à l’identification et la validation de biomarqueurs protéiques de grandes fonctions biologiques chez Gammarus fossarum (défense, gestion de l’énergie, développement embryonnaire…), allant jusqu’à leur mise en place et leur utilisation dans les milieux via l’encagement d’individus. Le deuxième volet se concentre sur l’étude de la transférabilité des biomarqueurs protéiques développés et aborde pour cela les notions de variabilité du protéome au sein du genre Gammarus

Alice Vidal
Parmi les substances chimiques d’intérêt émergent, les composés per‐ et poly‐fluorés (PFAS) possédant des propriétés physico‐chimiques uniques, ont retenu l’attention de la communauté scientifique. La prédiction de leur devenir dans l’environnement est complexe et les mécanismes d’accumulation et d’élimination chez les vertébrés aquatiques sont encore méconnus. Ce projet de thèse tente donc de répondre à cette problématique et se décompose en deux axes principaux. Dans un premier temps, deux expériences d’exposition (à court et à long termes) par voie trophique (via la nourriture) de truites arc-en-ciel (Onchorynchus mykiss) à différents stades de vie, à 3 PFAS modèles, seront réalisées. Les données pharmacocinétiques ainsi obtenues (distribution tissulaire, constantes d’élimination et d’accumulation etc…) permettront par la suite de développer un modèle toxicocinétique à base physiologique (PBTK) applicable à ces composés.

Soutenues

Nastassia Urien (décembre 215) : Modélisation de la bioaccumulation des métaux par voie dissoute chez le genre Gammarus : influence des facteurs environnementaux et de l’histoire de vie des organismes.

Amandine Vigneron (juin 2015) - Adaptation à la contamination : modification des sensibilités toxicologiques, modification des histoires de vie et conséquences sur la vulnérabilité des populations.

Delphine Bertin (décembre 2014) - Transfert des composés perfluorés des sédiments aux invertébrés benthiques.

Judith Trapp (décembre 2014) - Approches protéomiques pour le développement de biomarqueurs chez Gammarus fossarum : Découverte et caractérisation de protéines impliquées dans la fonction reproductrice.

Laetitia Charron (juillet 2014) - Biomarqueurs énergétiques chez un amphipode d’eau douce Gammarus fossarum : Développement, lien avec le succès reproducteur et application in situ.

Romain Coulaud (février 2014) - Modélisation et changement d’échelles pour l’évaluation écotoxicologique : application à deux macroinvertébrés aquatiques, Gammarus fossarum (Crustacé Amphipode) et Potamopyrgus antipodarum (Mollusque Gastéropode).

Guillaume Jubeaux (Juillet 2012) - Développement de la mesure de la vittellogénine chez les invertébrés & utilisation de marqueurs de la perturbation endocrinienne chez le crustacé amphipode Gammarus fossarum.

Cyrielle Durand (novembre 2012) - Développement d’une batterie de mesures biologiques pour l’évaluation du risque associé aux sédiments contaminés

Marion Gust (décembre 2010) - Faisabilité et développement de marqueurs de perturbation endocrinienne chez des Gastéropodes Prosobranches d’eau douce. Application en laboratoire et au terrain.

Jean-Philippe Besse (mars 2010) - Impact environnemental des médicaments à usage humain sur le milieu récepteur : évaluation de l’exposition et des effets biologiques pour les écosystèmes d’eau douce.

Publications depuis 2013

Armengaud J., Trapp J., Pible O., Geffard O., Chaumot AI, Hartmann EM. 2014. Non-model organisms, a species endangered by proteogenomics. Journal of Proteomics 105 (2014): 5-18.

Berlioz-Barbier A., Bulete A., Fabure J., Garric J., Cren-Olive C., Vulliet E. 2014. Multi-residue analysis of emerging pollutants in benthic invertebrates by modified microQuEChERS extraction and Nanoliquid chromatography- Nanospray – tandem mass spectrometry analysis: A new strategy to evaluate bioaccumulation. J. Chromatography A, 1367, p: 16–32.

Bertin D., Ferrari, B., Labadie, P., Sapin, A., Garric, J., Budzinski , H., Houde, M., Babut , M.  2014. Bioaccumulation of perfluoroalkyl compounds in midge (Chironomus riparius) larvae exposed to sediment. Environmental Pollution, vol. 189, p. 27-34.

Besse J.P., Coquery M., Lopes C., Chaumot A., Budzinski H., Labadie P., Geffard O. 2013. Caged Gammarus fossarum (crustacea) as a robust tool for the characterization of .bioavailable contamination levels in continental waters. Toward the determination of threshold values. Water Research, 47: 650-660.

Boisseaux P., Gust, M., Betoulle S., Garric J. 2014. Short-term immunotoxic effects of an anti-cancer drug (Etoposide) on the freshwater pondsnail Lymnaea stagnalis. Journal of Xenobiotics, vol. 4: 4894, p: 62-64.

Charron L., Geffard O., Chaumot A., Coulaud, R., Jaffal, A., Gaillet V., Dedourge-Geffard, O., Geffard, A. 2015. Consequences of lower food intake on the digestive enzymes activities, the energy reserves and the reproductive outcome in Gammarus fossarum. PLoS ONE. 10(4): e0125154

Charron L., Geffard O., Chaumot A., Coulaud R., Jaffal A., Gaillet V., Dedourge-Geffard O., Geffard A. 2014. Influence of molting and starvation on digestive enzyme activities and energy storage in Gammarus fossarum. PLos ONE, 9(4), n°e96393.

Charron L., Geffard O., Chaumot A., Coulaud R., Queau H., Geffard A., Dedourge-Geffard O. 2013. Effect of water quality and confounding factors on digestive enzyme activities in Gammarus fossarum. Environmental Science and Pollution Research, 20(12):9044-9056.

Coulaud R., Geffard O., Vigneron A., Quéau H., François, A., Chaumot, A. 2015. Linking feeding inhibition with reproductive impairment in Gammarus confirms the ecological relevance of feeding assays in environmental monitoring. Environmental Toxicology and Chemistry. 34(5):1031-1038.

Coulaud R., Geffard O., Coquillat A., Quéau H., Charles S., Chaumot A. 2014. Ecological modeling for the extrapolation of ecotoxicological effects measured during in situ assays in Gammarus. Environmental Science and Technology; 48(11):6428-6436.

Coulaud R., Mouthon J., Quéau H., Charles S. Chaumot A. 2013. Life-history phenology strongly influences population vulnerability to toxicants : A case study with the mudsnail Potamopyrgus antipodarum. Environmental Toxicology and Chemistry. 32 (8): 1727-1736

Dedourge-Geffard O., Charron L., Hofbauer C., Gaillet V., Palais F., Lacaze E., Geffard A., Geffard O. 2013. Temporal patterns of digestive enzyme activities and feeding rate in gammarids (Gammarus fossarum) exposed to inland polluted waters. Ecotoxicology and Environmental Safety 97: 139-146

Fouqueray M., Noury P., Dherret  L., Chaurand P., Abbaci K., Labille  J., Rose J., Garric J. 2013. Exposure of juvenile Danio rerio to aged TiO2 nanomaterial from sunscreen. Environmental Science and Pollution Research, vol. 20, p. 3340-3350

Gust M., Gagne F., Berlioz-Barbier A., Besse J.P., Buronfosse T., Tournier, M., Tutundjian, R., Garric, J., Cren-Olive, C. 2014. Caged mudsnail Potamopyrgus antipodarum (Gray) as an integrated field biomonitoring tool: Exposure assessment and reprotoxic effects of water column contamination. Water Research, vol. 54, p. 222-236.

Gust M., Fortier M., Garric J., Fournier M., Gagne F. 2013. Immunotoxicity of surface waters contaminated by municipal effluents to the snail Lymnaea stagnalis. Aquatic Toxicology, vol. 126, p. 393-403

Gust M., Fortier M., Garric J., Fournier M., Gagne F. 2013. Effects of short-term exposure to environmentally relevant concentrations of different pharmaceutical mixtures on the immune response of the pond snail Lymnaea stagnalis. Science of the Total Environment, vol. 445-446, p. 210-218

Gust M., Cren-Olive C., Bulete A., Buronfosse T., Garric J. 2013. Fluoxetine accumulation and metabolism as exposure biomarker to better understand biological effects in gastropods. Journal of Xenobiotics, vol. 3 (S1), p. 8-10.

Lebrun J.D., Geffard O., Urien N., François A., Uher E., Fechner L.C. 2015. Seasonal variability and inter-species comparison of metal bioaccumulation in caged gammarids under urban diffuse contamination gradient: Implications for biomonitoring investigations. Sci Total Environ 511, 501-508.

Trapp J., Armengaud J., Salvador A., Chaumot A., Geffard O. 2014. Next-generation proteomics : Toward customized biomarkers for environmental biomonitoring. Environmental Science and Technology. 48(23): 13560-13572.

Trapp J., Geffard O., Imbert G., Gaillard J. C., Davin A. H., Chaumot A., Armengaud J. 2014. Proteogenomics of Gammarus fossarum to document the reproductive system of amphipods. Mol Cell Proteomics 13(12):3612-25. doi: 10.1074/mcp.

Trapp J., Armengaud J., Pible O., Gaillard J-C., Abbaci K., Habtoul Y., Chaumot A., Geffard O. 2015. Proteomic investigation of male Gammarus fossarum, a freshwater crustacean, in response to endocrine-disruptors. Journal of Proteome Research. 14(1):292-303

Urien N., Uher E., Billoir E., Geffard, O., Fechner, L.C., Lebrun, J.D. 2015. A biodynamic model predicting waterborne lead bioaccumulation in Gammarus pulex: Influence of water chemistry and in situ validation. Environmental Pollution. 203: 22-30.